Уровень аденозинтрифосфата и капсаицин-индуцированные изменения мембранного потенциала митохондрий в мононуклеарах больных хронической обструктивной болезнью легких

   Введение. Энергетическое обеспечение клеток – ключевой аспект их функционирования, осуществляемый митохондриями. Несмотря на сообщения о наличии энергетического дефицита при ХОБЛ, ранее мы выявили увеличение мембранного потенциала митохондрий (ΔΨm) в лейкоцитах больных лиц. В то же время при ХОБЛ отмечалась повышенная экспрессия каналов с транзиторным рецепторным потенциалом TRPV1, что вызывает вопросы о возможной роли этих рецепторов в регуляции митохондриальных функций.

   Цель. Оценить уровень ΔΨm и аденозинтрифосфата (АТФ) в мононуклеарах периферической крови больных ХОБЛ, а также уточнить эффект агониста TRPV1 – капсаицина – на ΔΨm.

   Материалы и методы. В исследование было включено 42 больных ХОБЛ различной степени тяжести, 11 лиц контрольной группы без признаков бронхиальной обструкции. Всем испытуемым проведены спирометрия и бодиплетизмография для оценки вентиляционной функции легких. Количество АТФ измеряли люминометрическим методом на планшетном анализаторе, после чего рассчитывали среднее содержание АТФ на одну клетку. ΔΨm определяли методом проточной цитометрии с использованием ратиометрического катионного карбонилцианинового красителя JC-1. Вычисляли динамику ΔΨm в ответ на активацию TRPV1 капсаицином, результаты выражали в % к значению ΔΨm в клетках, которым стимуляцию не проводили.

   Результаты. Выявлено, что содержание АТФ в мононуклеарах периферической крови больных ХОБЛ было выше, чем у лиц контрольной группы (0,96 (0,36; 1,79) фмоль/кл. против 0,14 (0,11; 0,21) фмоль/кл., p = 0,001). Капсаицин вызывал значимые изменения ΔΨm в мононуклеарах больных ХОБЛ: 33,1 (-19,0; 86,0)% для лимфоцитов и 48,2 (0,0; 126,7) % для моноцитов (p = 0,001). Тем не менее, ΔΨm не имел значимых различий между больными ХОБЛ и лицами контрольной группы ни исходно, ни на фоне действия капсаицина. При более высоких значениях объема форсированного выдоха за 1 секунду у больных ХОБЛ ΔΨm был выше как в лимфоцитах (0,69 (0,64; 0,86) против 0,51 (0,35; 0,61), р = 0,004), так и в моноцитах (0,28 (0,21; 0,37) против 0,18 (0,13; 0,29), р =
0,015).

   Заключение. Мы не выявили признаков энергетического дефицита в мононуклеарах больных ХОБЛ, однако у пациентов с тяжелыми и крайне тяжелыми вентиляционными нарушениями может происходить некоторое снижение ΔΨm, не влияющее на выработку АТФ. Повышенная продукция АТФ при ХОБЛ может быть опосредована увеличенной экспрессией TRPV1 и может играть патологическую роль за счет активации пуринергического сигналинга.

1. Global Initiative for Chronic Obstructive Lung Disease. Global Strategy for Prevention, Diagnosis and Management of Chronic Obstructive Pulmonary Disease. 2025. URL: http://www.goldcopd.org

2. Boers E., Barrett M., Vuong V., Benjafield A., Su J., Kaye L., Tellez D., Nunez C., Malhotra A. An estimate of the global COPD prevalence in 2050: Disparities by income and gender // Eur. Respir. J. 2022. Vol. 60, Suppl. 66. Article number: 4608. doi: 10.1183/13993003.congress-2022.4608

3. Rey-Brandariz J., Pérez-Ríos M., Ahluwalia J.S., Beheshtian K., Fernández-Villar A., Represas-Represas C., Piñeiro M., Alfageme I., Ancochea J., Soriano J.B., Casanova C., Cosío B.G., García-Río F., Miravitlles M., de Lucas P., Rodríguez González-Moro J.M., Soler-Cataluña J.J., Ruano-Ravina A. Tobacco patterns and risk of chronic obstructive pulmonary disease: results from a cross-sectional study // Arch. Bronconeumol. 2023. Vol. 59, Iss. 11. P. 717–724. doi: 10.1016/j.arbres.2023.07.009

4. Zong Y., Li H., Liao P., Chen L., Pan Y., Zheng Y., Zhang C., Liu D., Zheng M., Gao J. Mitochondrial dysfunction: mechanisms and advances in therapy // Signal Transduct. Target Ther. 2024. Vol. 9, Suppl. 1. Article number: 124. doi: 10.1038/s41392-024-01839-8

5. Зорова Л.Д., Попков В.А., Плотников Е.Ю., Силачев Д.Н., Певзнер И.Б., Янкаускас С.С., Зоров С.Д., Бабенко В.А., Зоров Д.Б. Функциональная значимость митохондриального мембранного потенциала // Биологические мембраны. 2017. Т. 34, № 6. С. 93–100. doi: 10.7868/S0233475517060020

6. Rajasekaran N.S., Connell P., Christians E.S., Yan L.J., Taylor R.P., Orosz A., Zhang X.Q., Stevenson T.J., Peshock R.M., Leopold J.A., Barry W.H., Loscalzo J., Odelberg S.J., Benjamin I.J. Human alpha B-crystallin mutation causes oxido-reductive stress and protein aggregation cardiomyopathy in mice // Cell. 2007. Vol. 130, Iss. 3. P. 427–439. doi: 10.1016/j.cell.2007.06.044

7. Li C.L., Liu J.F., Liu S.F. Mitochondrial dysfunction in chronic obstructive pulmonary disease: unraveling the molecular nexus // Biomedicines. 2024. Vol. 12, Suppl. 4. Article numberт: 814. doi: 10.3390/biomedicines12040814

8. Puente-Maestu L., Pérez-Parra J., Godoy R., Moreno N., Tejedor A., González-Aragoneses F., Bravo J.L., Alvarez F.V., Camaño S., Agustí A. Abnormal mitochondrial function in locomotor and respiratory muscles of COPD patients // Eur. Respir. J. 2009. Vol. 33, Iss. 5. P. 1045–1052. doi: 10.1183/09031936.00112408

9. Wiegman C.H., Michaeloudes C., Haji G., Narang P., Clarke C.J., Russell K.E., Bao W., Pavlidis S., Barnes P.J., Kanerva J., Bittner A., Rao N., Murphy M.P., Kirkham P.A., Chung K.F., Adcock I.M. Oxidative stress-induced mitochondrial dysfunction drives inflammation and airway smooth muscle remodeling in patients with chronic obstructive pulmonary disease // J. Allergy Clin. Immunol. 2015. Vol.136, Iss.3. P.769–780. doi: 10.1016/j.jaci.2015.01.046

10. Agarwal A.R., Kadam S., Brahme A., Agrawal M., Apte K., Narke G., Kekan K., Madas S., Salvi S. Systemic immuno-metabolic alterations in chronic obstructive pulmonary disease (COPD) // Respir. Res. 2019. Vol. 20, Iss. 1. Article number: 171. doi: 10.1186/s12931-019-1139-2

11. Бельских Э.С., Урясьев О.М., Звягина В.И., Фалетрова С.В. Развитие вторичной митохондриальной дисфункции мононуклеарных лейкоцитов крови у больных хронической обструктивной болезнью легких и хроническим бронхитом // Казанский медицинский журнал. 2018. Т. 99, № 5. С. 741–747. doi: 10.17816/KMJ2018-741

12. Сугайло И.Ю., Гассан Д.А., Наумов Д.Е., Котова О.О., Горчакова Я.Г., Шелудько Е.Г. Состояние мембранного потенциала митохондрий в лейкоцитах периферической крови больных хронической обструктивной болезнью легких // Бюллетень физиологии и патологии дыхания. 2023. Вып. 89. С. 25–35. doi: 10.36604/1998-5029-2023-89-25-35

13. Ederlé C., Charles A.L., Khayath N., Poirot A., Meyer A., Clere-Jehl R., Andres E., De Blay F., Geny B. Mitochondrial function in peripheral blood mononuclear cells (PBMC) is enhanced, together with increased reactive oxygen species, in severe asthmatic patients in exacerbation // J. Clin. Med. 2019. Vol. 8, Iss. 10. Article number: 1613. doi: 10.3390/jcm8101613

14. Наумов Д.Е., Сугайло И.Ю., Котова О.О., Гассан Д.А., Горчакова Я.Г., Шелудько Е.Г. Экспрессия каналов с транзиторным рецепторным потенциалом (TRP) на лейкоцитах периферической крови больных хронической обструктивной болезнью легких // Сибирский журнал клинической и экспериментальной медицины. 2023. Т. 38, № 4. С. 125–132. doi: 10.29001/2073-8552-2023-659

15. Ogawa N., Kurokawa T., Mori Y. Sensing of redox status by TRP channels // Cell Calcium. 2016. Vol. 60, Iss. 2. P. 115–122. doi: 10.1016/j.ceca.2016.02.009

16. Grace M.S., Baxter M., Dubuis E., Birrell M.A., Belvisi M.G. Transient receptor potential (TRP) channels in the airway: role in airway disease // Br. J. Pharmacol. 2014. Vol. 171. Р. 2593–2607. doi: 10.1111/bph.12538

17. Lang H., Li Q., Yu H., Li P., Lu Z., Xiong S., Yang T., Zhao Y., Huang X., Gao P., Zhang H., Shang Q., Liu D., Zhu Z. Activation of TRPV1 attenuates high salt-induced cardiac hypertrophy through improvement of mitochondrial function // Br. J. Pharmacol. 2015. Vol. 172, Iss. 23. P. 5548–5558. doi: 10.1111/bph.12987

18. Otto M., Bucher C., Liu W., Müller M., Schmidt T., Kardell M., Driessen M.N., Rossaint J., Gross E.R., Wagner N.M. 12(S)-HETE mediates diabetes-induced endothelial dysfunction by activating intracellular endothelial cell TRPV1 // J. Clin. Investig. 2020. Vol. 130, Iss. 9. P. 4999–5010. doi: 10.1172/JCI136621

19. Perelman A., Wachtel C., Cohen M., Haupt S., Shapiro H., Tzur A. JC-1: alternative excitation wavelengths facilitate mitochondrial membrane potential cytometry // Cell Death Dis. 2012. Vol. 3, Iss. 11. Article number: e430. doi: 10.1038/cddis.2012.171

20. Perry S.W., Norman J.P., Barbieri J., Brown E.B., Gelbard H.A. Mitochondrial membrane potential probes and the proton gradient: a practical usage guide // Biotechniques. 2011. Vol.50, Iss.2. P.98–115. doi: 10.2144/000113610

21. Weinberg S.E., Sena L.A., Chandel N.S. Mitochondria in the regulation of innate and adaptive immunity // Immunity. 2015. Vol. 42, Iss. 3. P. 406–417. doi: 10.1016/j.immuni.2015.02.002

22. Sena L.A., Li S., Jairaman A., Prakriya M., Ezponda T., Hildeman D.A., Wang C.R., Schumacker P.T., Licht J.D., Perlman H., Bryce P.J., Chandel N.S. Mitochondria are required for antigen-specific T cell activation through reactive oxygen species signaling // Immunity. 2013. Vol. 38, Iss. 2. P. 225–236. doi: 10.1016/j.immuni.2012.10.020

23. Kelley N., Jeltema D., Duan Y., He Y. The NLRP3 inflammasome: an overview of mechanisms of activation and regulation // Int. J. Mol. Sci. 2019. Vol. 20, Iss. 13. Article number: 3328. doi: 10.3390/ijms20133328

24. Bao Y., Ledderose C., Seier T., Graf A.F., Brix B., Chong E., Junger W.G. Mitochondria regulate neutrophil activation by generating ATP for autocrine purinergic signaling // J. Biol. Chem. 2014. Vol. 289, Iss. 39. P. 26794–26803. doi: 10.1074/jbc.M114.572495

25. Lommatzsch M., Cicko S., Müller T., Lucattelli M., Bratke K., Stoll P., Grimm M., Dürk T., Zissel G., Ferrari D., Di Virgilio F., Sorichter S., Lunga-rella G., Virchow J.C., Idzko M. Extracellular adenosine triphosphate and chronic obstructive pulmonary disease // Am. J. Respir. Crit. Care Med. 2010. Vol. 181, Iss. 9. P. 928–934. doi: 10.1164/rccm.200910-1506OC

26. Cicko S., Lucattelli M., Müller T., Lommatzsch M., De Cunto G., Cardini S., Sundas W., Grimm M., Zeiser R., Dürk T., Zissel G., Boeynaems J.M., Sorichter S., Ferrari D., Di Virgilio F., Virchow J.C., Lungarella G., Idzko M. Purinergic receptor inhibition prevents the development of smoke-induced lung injury and emphysema // J. Immunol. 2010. Vol. 185, Iss. 1. P. 688–697. doi: 10.4049/jimmunol.0904042

27. Mortaz E., Braber S., Nazary M., Givi M.E., Nijkamp F.P., Folkerts G. ATP in the pathogenesis of lung emphysema // Eur. J. Pharmacol. 2009. Vol. 619, Iss. 1-3. P. 92–96. doi: 10.1016/j.ejphar.2009.07.022

28. Denton R.M. Regulation of mitochondrial dehydrogenases by calcium ions // Biochim. Biophys. Acta. 2009. Vol. 1787, Iss. 11. P. 1309–1316. doi: 10.1016/j.bbabio.2009.01.005

29. Ponnalagu D., Singh H. Insights into the role of mitochondrial ion channels in inflammatory response // Front. Physiol. 2020. Vol. 11. Article number: 258. doi: 10.3389/fphys.2020.00258

30. Kong F., You H., Zheng K., Tang R., Zheng C. The crosstalk between pattern-recognition receptor signaling and calcium signaling // Int. J. Biol. Macromol. 2021. Vol. 192. P. 745–756. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2021.10.014

31. Bhave G., Hu H.J., Glauner K.S., Zhu W., Wang H., Brasier D.J., Oxford G.S., Gereau R.W.4^th. Protein kinase C phosphorylation sensitizes but does not activate the capsaicin receptor transient receptor potential vanilloid 1 (TRPV1) // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003. Vol. 100, Iss. 21. P. 12480–12485. doi: 10.1073/pnas.2032100100

32. Kao C.C., Hsu J.W., Bandi V., Hanania N.A., Kheradmand F., Jahoor F. Glucose and pyruvate metabolism in severe chronic obstructive pulmonary disease // J. Appl. Physiol. (1985). 2012. Vol. 112, Iss. 1. P. 42–47. doi: 10.1152/japplphysiol.00599.2011

33. Ferreira B.L., Sousa M.B., Leite G.G.F., Brunialti M.K.C., Nishiduka E.S., Tashima A.K., van der Poll T., Salomão R. Glucose metabolism is upregulated in the mononuclear cell proteome during sepsis and supports endotoxin-tolerant cell function // Front. Immunol. 2022. Vol. 13. Article number: 1051514. doi: 10.3389/fimmu.2022.1051514