Особенности экспрессии каналов TRPV1, TRPV4, TRPM8 и TRPA1 в макрофагах, полученных из моноцитов больных хронической обструктивной болезнью легких

Введение. Макрофаги – ключевые клетки врожденной иммунной системы, обладающие большой функциональной пластичностью. Прежде на макрофагах были идентифицированы некоторые каналы с транзиторным рецепторным потенциалом (TRP), в том числе, являющиеся рецепторами сигаретного дыма и пылевых частиц, что может играть важное значение в патогенезе хронической обструктивной болезни легких (ХОБЛ).
Цель. Изучить экспрессию генов каналов TRPV1, TRPV4, TRPM8 и TRPA1 в макрофагах, дифференцированных из моноцитов больных ХОБЛ, в условиях стимуляции липополисахаридами (ЛПС) и интерфероном-гамма (ИФНγ) или интерлейкином 4 (ИЛ-4).
Материалы и методы. Макрофаги дифференцировали in vitro из моноцитов, полученных от больных ХОБЛ, в присутствии гранулоцитарно-макрофагального колониестимулирующего фактора. Концентрацию цитокинов определяли в супернатанте культуральной среды после проведенной стимуляции методом мультиплексного анализа. Экспрессию генов TRP в макрофагах определяли на уровне мРНК методом количественной ПЦР с обратной транскрипцией.
Результаты. Действие ЛПС/ИФНγ сопровождалось продукцией как провоспалительных (ИЛ-1β, ИЛ-6, ИЛ-12p70, IP-10, ФНОα), так и некоторых противовоспалительных цитокинов (ИЛ-4, ИЛ-10 и TGFβ1). ИЛ-4 значимо увеличивал концентрацию ИЛ-17А. Стимуляция макрофагов ЛПС/ИФНγ увеличивала экспрессию TRPA1 в 5,6 раза (p=0,01), но вызывала down-регуляцию TRPV1 и TRPV4 в 8,5 (p=0,007) и 3,2 (p=0,03) раза, соответственно. ИЛ-4 не оказывал влияния на экспрессию генов TRP.
Заключение. Полученные результаты могут свидетельствовать о дизрегуляции иммунного ответа у больных ХОБЛ, прежде всего, за счет снижения противовоспалительного потенциала макрофагов. Наблюдаемые ЛПС-индуцированные изменения экспрессии TRP каналов, по-видимому, носят компенсаторный характер, и направлены на ограничение воспалительного ответа клеток.

моноциты, макрофаги, TRP каналы, воспаление, сигаретный дым, ХОБЛ

1. Mills C.D., Kincaid K., Alt J.M., Heilman M.J., Hill A.M. M-1/M-2 macrophages and the Th1/Th2 paradigm // J. Immunol. 2000. Vol.164, №12. P.6166–6173. doi: 10.4049/jimmunol.164.12.6166

2. Gao J., Scheenstra M.R., van Dijk A., Veldhuizen E.J.A., Haagsman H.P. A new and efficient culture method for porcine bone marrow-derived M1- and M2-polarized macrophages // Vet. Immunol. Immunopathol. 2018. Vol.200. P.7–15. doi: 10.1016/j.vetimm.2018.04.002

3. Poltavets A.S., Vishnyakova P.A., Elchaninov A.V., Sukhikh G.T., Fatkhudinov T.K. Macrophage Modification Strategies for Efficient Cell Therapy // Cells. 2020. Vol.9, №6. Article number 1535. doi: 10.3390/cells9061535

4. Rőszer T. Understanding the Mysterious M2 Macrophage through Activation Markers and Effector Mechanisms // Mediators Inflamm. 2015. Vol.2015. Article number 816460. doi: 10.1155/2015/816460

5. Xue J., Schmidt S.V., Sander J., Draffehn A., Krebs W., Quester I., De Nardo D., Gohel T.D., Emde M., Schmidleithner L., Ganesan H., Nino-Castro A., Mallmann M.R., Labzin L., Theis H., Kraut M., Beyer M., Latz E., Freeman T.C., Ulas T., Schultze J.L. Transcriptome-based network analysis reveals a spectrum model of human macrophage activation // Immunity. 2014. Vol.40, №2. P.274–288. doi: 10.1016/j.immuni.2014.01.006

6. Yamasaki K., Eeden S.F.V. Lung Macrophage Phenotypes and Functional Responses: Role in the Pathogenesis of COPD // Int. J. Mol. Sci. 2018. Vol.19, №2. Article number 582. doi: 10.3390/ijms19020582

7. Yoshida T., Tuder R.M. Pathobiology of cigarette smoke-induced chronic obstructive pulmonary disease // Physiol. Rev. 2007. Vol.87, №3. P.1047–1082. doi: 10.1152/physrev.00048.2006

8. Richens T.R., Linderman D.J., Horstmann S.A., Lambert C., Xiao Y.Q., Keith R.L., Boé D.M., Morimoto K., Bowler R.P., Day B.J., Janssen W.J., Henson P.M., Vandivier R.W. Cigarette smoke impairs clearance of apoptotic cells through oxidant-dependent activation of RhoA // Am. J. Respir. Crit. Care Med. 2009. Vol.179, №11. P.1011–1021. doi: 10.1164/rccm.200807-1148OC

9. Сугайло И.Ю., Наумов Д.Е. Современные представления о роли каналов с транзиторным рецепторным потенциалом в патогенезе хронической обструктивной болезни легких (обзор литературы) // Бюллетень физиологии и патологии дыхания. 2019. Вып.74. С.119–130. https://doi.org/10.36604/1998-5029-2019-74-119-130

10. Li M., Li Q., Yang G., Kolosov V.P., Perelman J.M., Zhou X.D. Cold temperature induces mucin hypersecretion from normal human bronchial epithelial cells in vitro through a transient receptor potential melastatin 8 (TRPM8)-mediated mechanism // J. Allergy Clin. Immunol. 2011. Vol.128, №3. P.626–634.e1-5. doi: 10.1016/j.jaci.2011.04.032

11. Zhu G.; ICGN Investigators, Gulsvik A., Bakke P., Ghatta S., Anderson W., Lomas D.A., Silverman E.K., Pillai S.G. Association of TRPV4 gene polymorphisms with chronic obstructive pulmonary disease // Hum. Mol. Genet. 2009. Vol.18, №11. P.2053–2062. doi: 10.1093/hmg/ddp111

12. Xiong M., Guo M., Huang D., Li J., Zhou Y. TRPV1 genetic polymorphisms and risk of COPD or COPD combined with PH in the Han Chinese population // Cell Cycle. 2020. Vol.19, №22. P.3066–3073. doi: 10.1080/15384101.2020.1831246

13. Naumov D., Kotova O., Gassan D., Sheludko E., Afanaseva E., Maltseva T., Sugaylo I. Role of TRPM8 polymorphisms in predisposition to COPD development in smokers // Eur. Respir. J. 2020. Vol.56, Suppl.64. Article number 1128. doi: 10.1183/13993003.congress-2020.1128

14. Naumov D., Gassan D., Kotova O., Afanaseva E., Sheludko E., Sugaylo I., Perelman J. Effect of TRPA1 and TRPM8 polymorphisms on lung function in COPD // Eur. Respir. J. 2020. Vol.56, Suppl.64. Article number 1129. doi: 10.1183/13993003.congress-2020.1129

15. da Silva C.O., Gicquel T., Daniel Y., Bártholo T., Vène E., Loyer P., Pôrto L.C., Lagente V., Victoni T. Alteration of immunophenotype of human macrophages and monocytes after exposure to cigarette smoke // Sci. Rep. 2020. Vol.10, №1. Article number 12796. doi: 10.1038/s41598-020-68753-1

16. Day A., Barnes P., Donnely L. COPD monocytes differentiate into pro-inflammatory macrophages regardless of environment // Eur. Respir. J. 2013. Vol.42, Suppl.57. Article number 3873.

17. Soodaeva S., Postnikova L., Boldina M., Kubysheva N., Li T., Kilimanov I., Nikitina L. Serum IL-17 and IL-18 levels in asthma-COPD overlap syndrome patients // Eur. Respir. J. 2015. Vol.46, Suppl.59. PA4886. doi: 10.1183/13993003.congress-2015.PA4886

18. Yanagisawa H., Hashimoto M., Minagawa S., Takasaka N., Ma R., Moermans C., Ito S., Araya J., Budelsky A., Goodsell A., Baron J.L., Nishimura S.L. Role of IL-17A in murine models of COPD airway disease // Am. J. Physiol. Lung Cell. Mol. Physiol. 2017. Vol.312, №1. P.L122–L130. doi: 10.1152/ajplung.00301.2016

19. Christenson S.A., van den Berge M., Faiz A., Inkamp K., Bhakta N., Bonser L.R., Zlock L.T., Barjaktarevic I.Z., Barr R.G., Bleecker E.R., Boucher R.C., Bowler R.P., Comellas A.P., Curtis J.L., Han M.K., Hansel N.N., Hiemstra P.S., Kaner R.J., Krishnanm J.A., Martinez F.J., O'Neal W.K., Paine R. 3rd, Timens W., Wells J.M., Spira A., Erle D.J., Woodruff P.G. An airway epithelial IL-17A response signature identifies a steroid-unresponsive COPD patient subgroup // J. Clin. Invest. 2019. Vol.129, №1. P.169–181. doi: 10.1172/JCI121087

20. Wei B., Sheng Li C. Changes in Th1/Th2-producing cytokines during acute exacerbation chronic obstructive pulmonary disease // J. Int. Med. Res. 2018. Vol.46, №9. P.3890–3902. doi: 10.1177/0300060518781642

21. Boonen B., Alpizar Y.A., Sanchez A., López-Requena A., Voets T., Talavera K. Differential effects of lipopolysaccharide on mouse sensory TRP channels // Cell Calcium. 2018. Vol.73. P.72–81. doi: 10.1016/j.ceca.2018.04.004

22. Nassini R., Pedretti P., Moretto N., Fusi C., Carnini C., Facchinetti F., Viscomi A.R., Pisano A.R., Stokesberry S., Brunmark C., Svitacheva N., McGarvey L., Patacchini R., Damholt A.B., Geppetti P., Materazzi S. Transient receptor potential ankyrin 1 channel localized to non-neuronal airway cells promotes non-neurogenic inflammation // PLoS One. 2012. Vol.7, №8. e42454. doi: 10.1371/journal.pone.0042454

23. Wang Q., Chen K., Zhang F., Peng K., Wang Z., Yang D., Yang Y. TRPA1 regulates macrophages phenotype plasticity and atherosclerosis progression // Atherosclerosis. 2020. Vol.301. P.44–53. doi: 10.1016/j.atherosclerosis.2020.04.004

24. Ninomiya Y., Tanuma S.I., Tsukimoto M. Differences in the effects of four TRPV1 channel antagonists on lipopolysaccharide-induced cytokine production and COX-2 expression in murine macrophages // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2017. Vol.484, №3. P.668–674. doi: 10.1016/j.bbrc.2017.01.173

25. Fernandes E.S., Liang L., Smillie S.J., Kaiser F., Purcell R., Rivett D.W., Alam S., Howat S., Collins H., Thompson S.J., Keeble J.E., Riffo-Vasquez Y., Bruce K.D., Brain S.D. TRPV1 deletion enhances local inflammation and accelerates the onset of systemic inflammatory response syndrome // J. Immunol. 2012. Vol.188, №11. P.5741–5751. doi: 10.4049/jimmunol.1102147

26. Hamanaka K., Jian M.Y., Townsley M.I., King J.A., Liedtke W., Weber D.S., Eyal F.G., Clapp M.M., Parker J.C. TRPV4 channels augment macrophage activation and ventilator-induced lung injury // Am. J. Physiol. Lung Cell. Mol. Physiol. 2010. Vol.299, №3. P.L353–362. doi: 10.1152/ajplung.00315.2009

27. Scheraga R.G., Abraham S., Niese K.A., Southern B.D., Grove L.M., Hite R.D., McDonald C., Hamilton T.A., Olman M.A. TRPV4 Mechanosensitive Ion Channel Regulates Lipopolysaccharide-Stimulated Macrophage Phagocytosis // J. Immunol. 2016. Vol.196, №1. P.428–436. doi: 10.4049/jimmunol.1501688