Состояние мембранного потенциала митохондрий в лейкоцитах периферической крови больных хронической обструктивной болезнью легких

Введение. Поддерживая оптимальный трансмембранный электрохимический градиент (ΔΨm), не допускающий избыточного образования активных форм кислорода (АФК), митохондрии обеспечивают энергетический гомеостаз клетки. Однако в условиях патологии нормальная работа митохондрий нарушается, что может приводить к дефициту АТФ и/или повышенной продукции АФК.

Цель. Изучить показатели ΔΨm и их взаимосвязь с экспрессией каналов TRP в лейкоцитах периферической крови у больных хронической обструктивной болезнью легких (ХОБЛ).

Материалы и методы. В исследование было включено 23 больных ХОБЛ различной степени тяжести, 8 курящих лиц без признаков бронхиальной обструкции и 9 здоровых, никогда не куривших добровольцев. Всем испытуемым проведена спирометрия для оценки вентиляционной функции легких. Уровень ΔΨm определяли, окрашивая клетки этиловым эфиром тетраметилродамина (TMRE) и измеряя флуоресцентный сигнал с помощью проточной цитометрии, в базальных условиях и на фоне провоспалительной стимуляции с форбол-12-миристат-13-ацетатом (PMA).

Результаты. Мы обнаружили, что больные ХОБЛ характеризуются значимым увеличением базального ΔΨm моноцитов (161,8 [153,8; 206,8] против 129,3 [75,5; 161,8], p=0,03) и лимфоцитов (209,7 [184,7; 257,8] против 122,5 [67,9; 164,3], p=0,003) по сравнению с лицами контрольной группы. Стимуляция клеток PMA приводила к разнонаправленным изменениям ΔΨm, при этом его увеличенный уровень при ХОБЛ сохранялся. В моноцитах больных ХОБЛ чаще отмечалось снижение ΔΨm в ответ на стимуляцию PMA (75%), тогда как у большинства (53,9%) лиц контрольной группы ΔΨm, напротив, возрастал (p=0,08). Кроме того, среди больных ХОБЛ возрастание ΔΨm в моноцитах сопровождалось повышенной экспрессией TRPV4, а в группе контроля у лиц с положительной динамикой ΔΨm экспрессия TRPV4 была, наоборот, снижена.

Заключение. Повышенный уровень ΔΨm в мононуклеарах больных ХОБЛ согласуется с обнаруженным ранее увеличением продукции АФК, однако не поддерживает предположение о наличии энергетического дефицита в клетках. Выявленные различия во взаимосвязи экспрессии TRPV4 с динамикой ΔΨm могут свидетельствовать о наличии патологических особенностей сигналинга каналов TRP у больных ХОБЛ.

1. Park S.C., Kim D.W., Park E.C., Shin C.S., Rhee C.K., Kang Y.A., Kim Y.S. Mortality of patients with chronic obstructive pulmonary disease: a nationwide population based cohort study // Korean J. Intern. Med. 2019. Vol.34, Iss.6, P.1272–1278. https://doi.org/10.3904/kjim.2017.428

2. Boers E., Barrett M., Vuong V., Benjafield A., Su J., Kaye L., Tellez D., Nunez C., Malhotra A. An estimate of the global COPD prevalence in 2050: Disparities by income and gender // Eur. Respir. J. 2022. Vol.60, Suppl.66. Article number: 4608. https://doi.org/10.1183/13993003.congress-2022.4608

3. Chen S., Kuhn M., Prettner K., Yu F., Yang T., Bärnighausen T., Bloom D.E., Wang C. The global economic burden of chronic obstructive pulmonary disease for 204 countries and territories in 2020-50: a health-augmented macroeconomic modelling study // Lancet Glob. Health. 2023. Vol.11, Iss.8. e1183–e1193. https://doi.org/10.1016/S2214-109X(23)00217-6

4. Котова О.О., Гассан Д.А., Сугайло И.Ю., Наумов Д.Е., Горчакова Я.Г., Шелудько Е.Г. Оксидативный стресс в лейкоцитах периферической крови больных хронической обструктивной болезнью легких // Бюллетень физиологии и патологии дыхания. 2023. Вып.87. C.62–70. EDN: DPSEOF. https://doi.org/10.36604/1998-5029-2023-87-62-70

5. Harper M.E., Bevilacqua L., Hagopian K., Weindruch R., Ramsey J.J. Ageing, oxidative stress, and mitochondrial uncoupling // Acta Physiol. Scand. 2004. Vol.182, Iss.4. P.321–331. https://doi.org/10.1111/j.1365-201X.2004.01370.x

6. Antunes M.A., Lopes-Pacheco M., Rocco P.R.M. Oxidative Stress-Derived Mitochondrial Dysfunction in Chronic Obstructive Pulmonary Disease: A Concise Review // Oxid. Med. Cell. Longev. 2021. Vol. 2021. Article number: 6644002. https://doi.org/10.1155/2021/6644002

7. Zorova L.D., Popkov V.A., Plotnikov E.Y., Silachev D.N., Pevzner I.B., Jankauskas S.S., Babenko V.A., Zorov S.D., Balakireva A.V., Juhaszova M., Sollott S.J., Zorov D.B. Mitochondrial membrane potential // Anal. Biochem. 2018. Vol.552. P.50–59. https://doi.org/10.1016/j.ab.2017.07.009

8. Guo C., Sun L., Chen X., Zhang D. Oxidative stress, mitochondrial damage and neurodegenerative diseases // Neural Regen. Res. 2013. Vol.8, Iss.21. P.2003–2014. https://doi.org/10.3969/j.issn.1673-5374.2013.21.009

9. Ogawa N., Kurokawa T., Mori Y. Sensing of redox status by TRP channels // Cell Calcium. 2016. Vol.60, Iss.2. P.115–122. https://doi.org/10.1016/j.ceca.2016.02.009

10. Baş E., Nazıroğlu M., Pecze L. ADP-Ribose and oxidative stress activate TRPM8 channel in prostate cancer and kidney cells // Sci. Rep. 2019. Vol.9, Iss.1. Article number: 4100. https://doi.org/10.1038/s41598-018-37552-0

11. Tian C., Huang R., Tang F., Lin Z., Cheng N., Han X., Li S., Zhou P., Deng S., Huang H., Zhao H., Xu J., Li Z. Transient Receptor Potential Ankyrin 1 Contributes to Lysophosphatidylcholine-Induced Intracellular Calcium Regulation and THP-1-Derived Macrophage Activation // J. Membr. Biol. 2020. Vol.253, Iss.1. P.43–55. https://doi.org/10.1007/s00232-019-00104-2

12. Juárez-Contreras R., Méndez-Reséndiz K.A., Rosenbaum T., González-Ramírez R., Morales-Lázaro S.L. TRPV1 Channel: A Noxious Signal Transducer That Affects Mitochondrial Function // Int. J. Mol. Sci. 2020. Vol.21, Iss.23. Article number: 8882. https://doi.org/10.3390/ijms21238882

13. Acharya T.K., Kumar S., Rokade T.P., Chang Y.T., Goswami C. TRPV4 regulates mitochondrial Ca2+-status and physiology in primary murine T cells based on their immunological state // Life Sci. 2023. Vol.318. Article number: 121493. https://doi.org/10.1016/j.lfs.2023.121493

14. Pak O., Sommer N., Hoeres T., Bakr A., Waisbrod S., Sydykov A., Haag D., Esfandiary A., Kojonazarov B., Veit F., Fuchs B., Weisel F.C., Hecker M., Schermuly R.T., Grimminger F., Ghofrani H.A., Seeger W., Weissmann N. Mitochondrial hyperpolarization in pulmonary vascular remodeling. Mitochondrial uncoupling protein deficiency as disease model // Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 2013. Vol.49, Iss.3. P.358–367. https://doi.org/10.1165/rcmb.2012-0361OC

15. Wang M., Li G., Yang Z., Wang L., Zhang L., Wang T., Zhang Y., Zhang S., Han Y., Jia L. Uncoupling protein 2 downregulation by hypoxia through repression of peroxisome proliferator-activated receptor γ promotes chemoresistance of non-small cell lung cancer // Oncotarget. 2017. Vol.8, Iss.5. P.8083–8094. https://doi.org/10.18632/oncotarget.14097

16. Puente-Maestu L., Pérez-Parra J., Godoy R., Moreno N., Tejedor A., González-Aragoneses F., Bravo J.L., Alvarez F.V., Camaño S., Agustí A. Abnormal mitochondrial function in locomotor and respiratory muscles of COPD patients // Eur. Respir J. 2009. Vol.33, Iss.5. P.1045–1052. https://doi.org/10.1183/09031936.00112408

17. Agarwal A.R., Kadam S., Brahme A., Agrawal M., Apte K., Narke G., Kekan K., Madas S., Salvi S. Systemic Immuno-metabolic alterations in chronic obstructive pulmonary disease (COPD) // Respir. Res. 2019. Vol.20, Iss.1. Article number: 171. https://doi.org/10.1186/s12931-019-1139-2

18. Бельских Э.С., Урясьев О.М., Звягина В.И., Фалетрова С.В. Развитие вторичной митохондриальной дисфункции мононуклеарных лейкоцитов крови у больных хронической обструктивной болезнью легких и хроническим бронхитом // Казанский медицинский журнал. 2018. Т.99, №5. P.741–747. EDN: YATHSX. https://doi.org/10.17816/KMJ2018-741

19. Abdel-Halim M., Darwish S.S., ElHady A.K., Hoppstädter J., Abadi A.H., Hartmann R.W., Kiemer A.K., Engel M. Pharmacological inhibition of protein kinase C (PKC)ζ downregulates the expression of cytokines involved in the pathogenesis of chronic obstructive pulmonary disease (COPD) // Eur. J. Pharm. Sci. 2016. Vol.93. P.405–409. https://doi.org/10.1016/j.ejps.2016.08.016

20. Wang Y., Biswas G., Prabu S.K., Avadhani N.G. Modulation of mitochondrial metabolic function by phorbol 12- myristate 13-acetate through increased mitochondrial translocation of protein kinase Ca in C2C12 myocytes // Biochem. Pharmacol. 2006. Vol.72, Iss.7. P.881–892. https://doi.org/10.1016/j.bcp.2006.06.032

21. Zorov D.B., Juhaszova M., Sollott S.J. Mitochondrial ROS-induced ROS release: an update and review // Biochim. Biophys. Acta. 2006. Vol.1757, Iss.5-6. P.509–517. https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2006.04.029

22. Agudo-López A., Miguel B.G., Fernández I., Martínez A.M. Role of protein kinase C and mitochondrial permeability transition pore in the neuroprotective effect of ceramide in ischemia-induced cell death // FEBS Lett. 2011. Vol.585, Iss.1. P.99–103. https://doi.org/10.1016/j.febslet.2010.11.015

23. Brady N.R., Elmore S.P., van Beek J.J., Krab K., Courtoy P.J., Hue L., Westerhoff H.V. Coordinated behavior of mitochondria in both space and time: a reactive oxygen species-activated wave of mitochondrial depolarization // Biophys. J. 2004. Vol.87, Iss.3. P.2022–2034. https://doi.org/10.1529/biophysj.103.035097

24. Numazaki M., Tominaga T., Toyooka H., Tominaga M. Direct phosphorylation of capsaicin receptor VR1 by protein kinase Cepsilon and identification of two target serine residues // J. Biol. Chem. 2002. Vol.277, Iss.16. P.13375–13378. https://doi.org/10.1074/jbc.C200104200

25. Fan H.C., Zhang X., McNaughton P.A. Activation of the TRPV4 ion channel is enhanced by phosphorylation // J. Biol. Chem. 2009. Vol.284, Iss.41. P.27884–27891. https://doi.org/10.1074/jbc.M109.028803